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Microscopía Óptica y Confocal

  1. Presentación
  2. Técnicas
  3. Equipamiento
  4. Normas de uso
  5. Tarifas
  6. Enlaces de Interés
Microscopía Óptica y Confocal

El Servicio de Microscopía está destinado a proporcionar a la comunidad científica infraestructura y apoyo técnico para facilitar el uso de diferentes técnicas de microscopía en el desarrollo de su actividad. El Servicio cuenta con los equipos necesarios para la observación de las muestras en microscopía óptica, microscopía fluorescente y microscopía confocal, para contribuir a mejorar la calidad de la investigación, con un compromiso de gestión orientado a la mejora continua y la obtención de sólidos resultados

Ubicación:1ª y 2ª Planta

Horario:L-V: De 9:00 a 17:00 *

(*) Aquellos experimentos que requieran tiempo fuera del horario establecido se podrán realizar previo conocimiento del técnico responsable.

Las técnicas que ofrece este servicio son numerosas. Entre las opciones que se ofrecen destacamos algunas:

  • Visualización y adquisición en formato digita.
    • Microscopía de campo claro.
    • Microscopía de campo claro con contraste de fase.
    • Microscopía de campo claro con contraste interferencial de Nomarski.
    • Microscopía de epifluorescencia.
    • Microscopía confocal de barrido por láser.

      El microscopio confocal es un microscopio que emplea una técnica óptica de imagen para incrementar el contraste y poder realizar finos cortes ópticos con la posibilidad de reconstrucción de imágenes tridimensionales. Estos equipos se utilizan principalmente tanto para las muestras marcadas con fluorescencia, como existe la posibilidad de utilizar la luz refractada: dientes, huesos, también son buenos candidatos para su uso con la técnica del microscopio confocal.
    • Microdisección de muestras en campo claro o con fluorescencia.

      La microdisección láser permite el aislamiento de fracciones de tejido o células individuales en preparaciones microscópicas para su análisis mediante técnicas de biología molecular. Otras aplicaciones son posibles, como la ablación láser, el subcultivo de las células o la miniaturización de ensayos. Combina distintas tecnologías para hacer posible el aislamiento de material en cortes de parafina, crio, extensiones, cultivos celulares de forma precisa y totalmente libre de contaminación. El diseño proporciona una alta calidad de imagen que permite localizar las células de manera rápida y fácil. El dibujo a mano alzada o mediante figuras predeterminadas permite seleccionar tantas células individuales o grupos de células como se desee. Una vez seleccionadas, las células se cortan automáticamente utilizando un láser sólido de alta precisión. Los especímenes se montan sobre una membrana que se protege mediante un portaobjetos de cristal de manera, que se evita la contaminación de la muestra por impurezas del medioambiente lo que es crucial para cualquier aplicación que implique extracción de RNA.

      Microdisección para aislamiento de células únicas o grupos de células para análisis molecular en cualquiera de los siguientes campos:
        • - Patología Molecular o Biología Celular.
          - Investigación del cáncer.
          - Medicina forense.
          - Genómica/Proteómica.
          - Inmunología.
          - Investigación alimentaria.
          - Neurociencia.
          - Diagnóstico prenatal.
          - Microbiologia/Virología.
  • Análisis de Imagen para aplicaciones biomédicas en microscopia integrando control de cámaras y microscopio motorizado y adquisición de imágenes con autofocus, mediciones interactivas, edición, Viewport para visualizar simultáneamente múltiples imágenes y la imagen en vivo del microscopio, función zoom de imagen, sobreimpresión de anotaciones, dibujos y marcas sin alterar la imagen original.
  • Colocalización de marcajes de fluorescencia y análisis de superficies mediante microscopía confocal.
  • Experimentos tipo FRET (Förster resonance energy transfer) y FRAP (fluorescence recovery after photobleaching).
  • Reconstrucción en 3D y cuantificación.
  • Experimentos in vivo con muestras biológicas (sistema de incubación para la temperatura y CO2).
  • Estereología en muestras biológicas (mediciones cuantitativas eficientes, reproducibles y no sesgadas).
  • Adquisiciones de Súper Imágenes (barrido de todo el portaobjetos) tanto en campo claro como de fluorescencia.
  • Participación en la elaboración de protocolos para el procesamiento de muestras para microscopía (técnicas de fijación, tinción, marcaje, etc.) y en el asesoramiento para la planificación de proyectos que pudieran requerir el uso de la microscopía confocal.
Pulse sobre los distintos equipos para conocer en detalle sus características.

Licencia on-line de cuantificación y análisis de imágenes Nikon NIS-ELEMENTS AR

  • Herramientas de procesamiento de imágenes:
    • Ajuste del color: ajuste del contraste, substracción del fondo y mezcla de los componentes de la imagen entre otros.
    • Filtros: filtros de suavización, perfilado, detección de bordes, etc.
    • Filtros Morfológicos: erosión, dilatación, funciones de separación morfológica, funciones de rellenado (rellenar agujeros, etc.) y otras (bordes, zonas de influencia, etc.).
    • Solapamiento de canales ("Merge Channels"): la función "Merge Channels" permite la creación de una imagen fusionada a partir de diferentes imágenes capturadas con diferentes filtros ópticos y bajo diferentes configuraciones de cámaras. Combina planos de color guardados en archivos separados para formar una imagen RGB.
  • Aritmética de imágenes: suma, resta, máximo y mínimo en imágenes en color.
    • Solapamiento de imágenes en el plano Z (proyección máxima, mínima etc.).
  • ​Funciones de medida:
    • Perfiles de intensidad interactivos, con cinco tipos de perfiles a elegir: línea libre, línea entre dos puntos, línea horizontal, línea vertical y poli-línea.
    • Medidas de intensidad en el tiempo, tanto en imágenes fluorescencia como para campo claro, contraste de fases, Hoffman o Nomarski DIC. Estas medidas pueden realizarse en una o varias zonas de la muestra al mismo tiempo y pueden ser llevadas a cabo directamente en la imagen en vivo.
    • Medidas interactivas: área, perímetro, distancias horizontales, verticales y arbitrarias, ángulos, contaje y clasificación de estructuras.
    • Medidas automáticas. NIS-ELEMENTS permite medir automáticamente alrededor de 30 parámetros diferentes de la muestra incluyendo medidas de longitud, área, forma, uniformidad, densidad y parámetros colorimétricos.
  • Todas las medidas pueden ser exportadas fácilmente a Excel.
  • Deconvolución.

La adaptación del software a aplicaciones específicas es posible mediante la grabación y ejecución de macros. Adicionalmente NIS-ELEMENTS AR permite mediante un potente lenguaje de programación poder crear aplicaciones nuevas o modificar las existentes en el propio software.

Licencia on-line de cuantificación y análisis de imágenes Nikon NIS-ELEMENTS AR

Microdisector láser MMI-SLML sobre microscopio de fluorescencia invertido Nikon ECLIPSE TE2000-S

Sistema equipado para la visualización de imágenes en campo claro, dispone de contraste de fases, de fluorescencia y microdisección de fracciones de tejido.

Objetivos: 4x, 10x, 20x, 40x.

Filtros: DAPI, GFP, TRITC, FITC.

Microdisector láser.jpg

[2ª Planta]

Microdisector láser MMI-SLML sobre microscopio de fluorescencia invertido Nikon ECLIPSE TE2000-S

Microscopio confocal de barrido por láser espectral Leica TCS-SP2

Posee láseres con las líneas de excitación 458, 476, 488, 514, 543 y 633 nm.

Filtro AOTF (permite ajustar la potencia de láseres).

Objetivos 10x, 20x, 40x Oil, 100x Oil.

Detección de 2 canales de fluorescencia y 1 canal de luz transmitida.

Software de análisis de imagen (Multicolor Package, Materials Package, Physiology, 3D Visualization).

 

[2ª Planta]

Microscopio confocal de barrido por láser espectral Leica TCS-SP2

Microscopio confocal de barrido por láser espectral Leica TCS-SP2-AOBS

Posee láseres con las líneas de excitación 405, 458, 476, 488, 496, 514, 561, 594 y 633 nm.

Filtro AOTF (permite ajustar la potencia de láseres).

Filtro AOBS (permite mayor libertad de selección de recogida de emisión).

Objetivos 2.5x, 10x, 50x, 20x Glyc, 63x Glyc, 40x Oil, 63x Oil

Detección de 4 canales de fluorescencia y 1 canal de luz transmitida

Software de adquisición y análisis de imagen (FRAP, FRET, Multicolor Package, Materials Package, Physiology, 3D Visualization).

Sistema de incubación para la temperatura y CO2.

 

[1ª Planta]

Microscopio confocal de barrido por láser espectral Leica TCS-SP2-AOBS

Microscopio de fluorescencia directo Olympus BX-61

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste interferencial de Nomarski, y de fluorescencia.

Objetivos 2x, 4x, 10x, 20x, 40x, 100x Oil

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

 

[1ª Planta - área Neurociencias]

Microscopio de fluorescencia directo Olympus BX-61

Microscopio de fluorescencia directo Olympus BX-61 para estereología (CAST GRID)

Equipo de estereología para mediciones cuantitativas eficientes, reproducibles y no sesgadas. CAST permite la estimación de:

  • Número de células y estructuras mediante el disector óptico.
  • Longitudes de estructuras y de contornos de superficies: mediante el estimador de segmentos de líneas y de líneas.
  • Areas: mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas, de marcos de contaje, de cicloides y de líneas.
  • Volúmenes (total, fracciones y local): mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas y de líneas.
  • Además permite la integración de todos los estimadores (sondas geométricas) sobre la misma muestra en imagen en vivo.

Microscopio de fluorescencia directo con motorizaciones de los ejes X, Y, Z.

Objetivos 2x, 4x, 10x, 20x, 40x, 100x Oil

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

 

[2ª Planta]

Microscopio de fluorescencia directo Olympus BX-61 para estereología (CAST GRID)

Microscopio de fluorescencia directo Olympus BX-61 para estereología (NewCAST)

Equipo de estereología para mediciones cuantitativas eficientes, reproducibles y no sesgadas. CAST permite la estimación de:

  • Número de células y estructuras: mediante el disector óptico.
  • Longitudes de estructuras y de contornos de superficies: mediante el estimador de segmentos de líneas y de líneas.
  • Areas: mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas, de marcos de contaje, de cicloides y de líneas.
  • Volúmenes (total, fracciones y local): mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas y de líneas.
  • Permite la integración de todos los estimadores (sondas geométricas) sobre la misma muestra en imagen en vivo.

Además tiene control de motorización en eje Z /(X/Y) para uso del disector óptico.

Adquisiciones de Super imágenes (barrido de todo el portaobjetos).

Almacenamiento de imágenes para archivo y su posterior modificación.

Medición de longitudes, ángulos, diámetros, radios, etc. con cambio de unidades.

Microscopio de fluorescencia directo con motorizaciones de los ejes X, Y, Z.

Objetivos 2x, 4x, 10x, 40x, 60x Oil, 100x Oil

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

Fuente de iluminación tipo LED Precis Excite, con lámpara precentrada de larga duración.

 

[1ª planta]

Microscopio de fluorescencia directo Olympus BX-61 para estereología (NewCAST)

Microscopio de fluorescencia invertido Olympus IX-71

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste de fases y de fluorescencia.

Objetivos 4x, 10x, 20x, 40x, 60x.

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

 

[1ª Planta - área Neurociencias]

Microscopio de fluorescencia invertido Olympus IX-71

Microscopio motorizado con sistema de iluminación múltiple a tiempo real

Basado en la tecnología DMD (Digital Mirror Device), el equipo Andor Mosaic 3 permite la iluminación activa de múltiples áreas de interés simultáneamente. Ello permite al equipo ser utilizado para técnicas de iluminación dinámica de la muestra. El módulo DMD se encuentra compuesto por un array de 800 x 600 micro espejos. El software NIS-Elements, al definir uno o varios ROI de cualquier tamaño o forma en la imagen, permite variar el ángulo de inclinación de los micro-espejos correspondientes a esas áreas con lo que se consigue iluminar únicamente esas áreas de la imagen.

  • Microscopio directo motorizado en Z Nikon Eclipse Ti-E.
  • Sistema de iluminación para Andor Mosaic 3
    • Sistema de iluminación con 4 LED para la visualización de DAPI (azul), GFP/FITC (verde), TRITC/TxRed (rojo) y Cy5 (Infrarrojo). Longitudes de onda de 365, 470, 535 y 635 nm
    • Sistema de iluminación con 3 LED para la visualización de DAPI, GFP/FITC y DSRed y Cy5. Longitudes de onda de 365, 470, 510-640 nm
  • ​Cámara digital ultra rápida Andor Ixon Ultra 897
  • Objetivos
    • Plan Fluor 10x/0.30 W.D. 16 mm
    • Plan Fluor 20x/0.45 ELWD 8.2-6.9 mm
    • Plan Fluor 40x/0.60 ELWD 3.6-2.8 mm
    • Plan Apo  60x/1.4 oil W.D. 0.13mm
  • Software de control Nikon NIS-Elements AR.
  • •Juego de filtros específicos de alta transmisión para DAPI, FITC y Texas Red.
Microscopio motorizado con sistema de iluminación múltiple a tiempo real

Microscopios de fluorescencia directos Olympus BX-61

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste interferencial de Nomarski, y de fluorescencia.

Objetivos 4x, 10x, 20x, 40x, 60x Oil, 100x Oil.

Filtros DAPI, FITC, TRITC, WGr (de banda ancha de emisión, sólo en el de la 1 planta).

Fuente de iluminación tipo LED Precis Excite, con lámpara precentrada de larga duración.

Software de adquisición y análisis de imagen CellSens Dimension.

Análisis de imagen intuitivo para aplicaciones biomédicas en microscopia integrando control de cámaras y microscopio motorizado y adquisición de imagines con autofocus, mediciones interactivas, edición, visualizar simultáneamente múltiples imagines y la imagen en vivo del microscopio, función zoom de imagen.

Posibilidad de adquisición en Z y experimentos de time-lapse.

 

[1ª Planta]  [2ª Planta]

Microscopios de fluorescencia directos Olympus BX-61

Microscopios de fluorescencia invertidos Olympus IX-71

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste interferencial de Nomarski, y de fluorescencia.

Objetivos 10x, 20x, 40x, 60x, 100x Oil.

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

Fuente de iluminación tipo LED Precis Excite, con lámpara precentrada de larga duración.

Software de adquisición y análisis de imagen CellSens Dimension.

Análisis de imagen intuitivo para aplicaciones biomédicas en microscopia integrando control de cámaras, mediciones interactivas, edición, visualización simultánea de múltiples imágenes y la imagen en vivo, función zoom de imagen.

Posibilidad de realización de experimentos de time-lapse.

 

[1ª planta] [2ª planta]

Microscopios de fluorescencia invertidos Olympus IX-71

Sistema cariotipador mediante FISH basado en Olympus BX-51

2ª Planta

Sistema cariotipador mediante FISH basado en Olympus BX-51

Sistema de microscopía confocal de barrido de alta velocidad y alta resolución Nikon A1R+, con el sistema de super-resolución STORM y con el sistema TIRF

 

  • Microscopio invertido motorizado Nikon Eclipse Ti-E.
    • Módulo de iluminación TIRF.
    • Enfoque con sistema de autocorrección por infrarrojos (para 10x, 60x y 100x)
  • ​Láseres
    • Diodo violeta, línea de excitación 405 nm (DAPI y Hoechst)
    • Argón, líneas de excitación 457, 477, 488, 514 nm (CFP, FITC, GFP e YFP, etc.)
    • Diodo amarillo, línea de excitación 561 nm (Cy3, Texas Red, etc.)
    • Diodo rojo, línea de excitación 638 nm (Cy5, etc.)
  • Filtro AOTF (acústico-óptico sintonizable que permite ajustar la potencia de láseres)
  • Objetivos.
    • PLAN APO 10x/0.45 W.D. 4 mm
    • PLAN FLUOR 20x/0.75 Multi Inmersión.
    • PLAN APO 60x/1.40 Oil W.D. 0.13 mm
    • APO TIRF 100x/1.49 Oil W.D. 0.12 mm
  • Módulo de barrido espectral dual resonante.
    • Módulo de escaneo galvanométrico (hasta 4096x4096, rotación hasta 360º)
    • Módulo de escaneo resonante (max 15.600 lin/s, 512x512 30 fr/s)
  • Módulos de detección.
    • Detección motorizada mediante filtros.
      • · 4 canales fotomultiplicadores.
      • · 2 de ellos son del tipo GaAsP de elevada eficiencia cuántica.
    • 1 canal de luz transmitida.
      • · Intervalo de longitudes de onda: 450 – 650 nm
    • Módulo de detección espectral.
    • Sistema de detección multianódico de 32 canales.
    • Intervalo de longitudes de onda de detección: 400 – 750 nm
  • Cámara digital en color (resolución máxima 2.560 x 1.920 píxeles).
  • Software de adquisición de imagen.
    • FRAP, FRET.
  • Software de análisis de imagen.
    • Multicolor Package.
    • Módulo de enfoque en profundidad extendido.
    • Software de control Nikon NIS-Elements C
    • Physiology (in vivo cell imaging)
    • 3D Visualization (stereo images, animations, slicing)
    • Materials Package (Análisis de superficie y de rugosidad)
  • ​Sistema de control ambiental de las muestras OKOLAB H201 para la temperatura, humedad, O2 y CO2
  • Posibilidad de experimentos in vivo con perfusión.
  • Sistema de super-resolución STORM: Permite la adquisición de imágenes una resolución espacial en XY de 20 nm y 50 nm en Z. La técnica STORM utiliza fluoróforos fotoactivables que son activados y desactivados de forma aleatoria mediante luz de diferentes longitudes de onda para identificar la posición de cada fluoróforo aisladamente de una forma altamente precisa. El equipo STORM permite trabajar con pares de fluoróforos “Activador / reporter”, siendo el reporter Alexa 647. La imagen final se consigue mediante la superposición de las imágenes obtenidas en cada ciclo. La excepcional resolución óptica obtenida en la imagen final es posible debido a la localización altamente precisa (de hasta 1 nanómetro) de las diferentes moléculas fluorescentes de la muestra.
  • Sistema de iluminación láser.
    • Láser de 405 nm y potencia a la salida de la fibra de 20mW
    • Láser de 488 nm y potencia a la salida de la fibra de 50mW
    • Láser de 561 nm y potencia a la salida de la fibra de 50mW
    • Láser de 647 nm y potencia a la salida de la fibra de 125mW
  • Cámara digital de captura de imagen Andor Ixon3 897
Sistema de microscopía confocal de barrido de alta velocidad y alta resolución Nikon A1R+, con el sistema de super-resolución STORM y con el sistema TIRF

Con carácter general

El contenido de estas Normas afecta a todos los usuarios de los equipos de microscopía del IBIS.

  • Es responsabilidad de cada usuario cumplir correctamente las normas. Es responsabilidad del técnico de Microscopía detectar malas prácticas respecto al uso de los equipos y ponerlas en conocimiento de los usuarios causantes y de sus investigadores responsables. Es responsabilidad de cada IR el hacer cumplir las normas, o denunciar ante la Dirección del centro el mal uso reiterativo.
  • Pueden solicitar el Servicio los Grupos de Investigación del IBIS. Previo permiso de la Dirección del IBIS, pueden solicitarlo grupos de distintos servicios del Hospital Universitario Virgen del Rocío (HUVR), de la Universidad de Sevilla, así como de otras Universidades y Centros de Investigación Públicos y empresas privadas.
  • Los usuarios pertenecientes a los grupos de Investigación del IBIS tienen prioridad sobre otros en la utilización de los servicios ofertados por el Servicio.
  • No está permitido el uso de los equipos sin tener los conocimientos suficientes para su manejo.
  • Los usuarios serán asesorados y ayudados por el personal técnico del Servicio.
  • Si no se tiene conocimiento sobre el funcionamiento de un equipo, se debe contactar con el técnico y solicitar un entrenamiento básico previo a la utilización.
  • Queda totalmente prohibido el uso de los microscopios si se tiene alguna infección ocular.
  • Queda totalmente prohibido llevar cualquier tipo de bebida o comida a las salas de microscopios.
  • La grabación de datos se realiza vía intranet, en el servidor habilitado para ello. La forma de acceso remoto al servidor se solicitará al Responsable de Informática por correo electrónico: fcazorla-ibis@us.es.
  • El técnico no se hace responsable de la pérdida imprevista o daño de los archivos de las carpetas de datos en los ordenadores. Por ello es recomendable que cada usuario grabe sus datos al finalizar cada sesión de trabajo.
  • Todos los lunes de madrugada se realizará un reseteo del almacenamiento en disco del servidor.
  • Queda totalmente prohibido usar los equipos para un fin que no sea exclusivamente el suyo.
  • Es obligatorio limpiar el equipo con un pañuelo de papel en caso de que se derrame medio de cultivo sobre éste o cualquier otra sustancia.
  • Es necesario poner las fundas a los microscopios para evitar que se ensucien o se dañen.
  • El sitio de trabajo hay que dejarlo limpio, sin guantes, sin papeles… para que el siguiente usuario no pierda el tiempo.

Los usuarios que no cumplan las normas generales se les amonestara con imposibilidad de uso de un tiempo. Si incumplimiento persiste se comunicará al IR del grupo.

Normas de uso de los microscopios fluorescentes

Las lámparas de mercurio convencionales pueden apagarse no antes de 15 min después de su encendido. Una lámpara de mercurio recién apagada no debe de encenderse antes de 30 min de su enfriamiento.

  • No se debe apagar enseguida la lámpara de mercurio X-cite una vez encendida. Como mínimo hay que esperar 10 minutos.
  • Si por error se apaga la lámpara X-cite y se vuelve a encender muy pronto, la lámpara no prenderá hasta su enfriamiento (mensaje “Cool”) y posterior arranque automático.
  • Al terminar el trabajo se debe poner el objetivo del mínimo aumento, por ejemplo el 10x.
  • No se debe tocar el centrado de la lámpara de mercurio.
  • No se debe tocar con las manos las partes ópticas de los equipos: objetivos, oculares. Comprobar la limpieza de los oculares al finalizar el trabajo.
  • Queda prohibido trabajar cuando el portaobjetos está manchado de medio de montaje o de producto sellador de forma excesiva o el sellador no ha quedado bien seco, ya que pueden dañarse los objetivos y mancharse la pletina del microscopio.
  • Es necesario prestar especial atención a no manchar los objetivos en seco después de trabajar con aceite de inmersión. Puede suceder cuando se utiliza de forma incorrecta el equipo. De forma rutinaria no se deben de limpiar los objetivos en seco.
  • Es obligatorio limpiar el aceite de inmersión de los objetivos. Para ello se tiene que emplear exclusivamente el papel específico preparado para tal fin. No se puede usar ningún otro tipo de papel o de producto químico.
  • ¡Los objetivos de 40x no son de aceite!
  • Todos los equipos tienen una agenda para apuntar horario de uso y las reservas, en las que es obligatorio mencionar: nombre legible y el número de laboratorio de procedencia, las horas previstas de reserva o de uso, el uso o no de aceite de inmersión, el número de horas que aparece en la pantalla de la lámpara de fluorescencia al comenzar y al finalizar la sesión (en el reverso de la agenda) y cualquier tipo de incidencia que se observe (objetivos sucios, microscopio sin funda, etc.).
  • Al finalizar el trabajo en caso de uso de la lámpara de mercurio (para fluorescencia) comprobar que el siguiente usuario no la necesita. Si no es posible localizar a éste se procederá al apagado de la lámpara de mercurio y el apunte de la hora del apagado.
  • Es necesario poner las fundas a los microscopios para evitar que se ensucien o se dañen.
  • Si un usuario decide cancelar su reserva debe cerciorarse que el microscopio y la lámpara de mercurio quedan apagados y la funda puesta.
  • Hay que tener especial cuidado al manejar las placas con células vivas. Si se derrama el medio de cultivo hay que limpiar de inmediato con un pañuelo de papel, dejando tanto los microscopios como la zona de trabajo limpias.

Normas del Servicio de microscopía confocal

  • El uso de microscopios confocales se realizará por técnico del Servicio o por persona autorizada por éste previa comprobación de los conocimientos necesarios.
  • El técnico, es la única persona autorizada para realizar manipulaciones que impliquen algún tipo de montaje en el equipo, por ejemplo el cambio de las lámparas.
  • Los objetivos de estos equipos están preparados para trabajar con cubreobjetos de 0.17 mm de espesor.
  • Debido al tamaño de los archivos que se crean en este tipo de experimentos es necesario que los usuarios graben sus datos al finalizar la sesión.
  • Al terminar el trabajo se debe poner el objetivo del mínimo aumento, por ejemplo el 10x.
  • Las reservas se harán por horas, aunque la tarificación se hará de cuartos de hora. Dichas reservas se podrán realizar con un máximo de dos semanas y mínimo de 48 horas de antelación, salvo casos debidamente justificados.
  • Se informa a todos los usuarios que según la normativa actualizada de este S.M.C. las reservas serán de 4 horas máximo por persona y día. Un usuario podrá reservar un máximo de 8 horas por semana en un equipo.
  • Las reservas se deberán cancelar con la mayor brevedad posible. En cualquier caso, antes del comienzo de la sesión reservada. Se esperará 15 minutos de cortesía antes de permitir a otro usuario el uso del microscopio.
  • El personal técnico será el encargado de hacer las reservas y de seguir el correcto uso de las mismas, garantizando en todo caso un uso óptimo de las horas disponibles.
  • Las lámparas de mercurio pueden apagarse no antes de 15 min después de su encendido. Una lámpara de mercurio recién apagada no debe de encenderse antes de 30 min de enfriamiento.
  • Mientras se finaliza la elaboración de la página web institucional para la reserva y uso de los equipos de instituto (3 meses aprox.), la forma de acceso de los usuarios a los equipos de microscopía confocal se puede realizar de las siguientes formas:
    • Contactar personalmente con el técnico responsable (Konstantin Levitsky).
    • Mediante correo electrónico con suficiente antelación (microscopia-ibis@us.es). Por este mismo medio el usuario recibirá confirmación de la disponibilidad del equipo para el día y hora solicitada.
    • Indicándolo en el calendario anual expuesto en la entrada del cuarto de microscopios en la 1ª planta (nombre, laboratorio, hora). El técnico contactará personalmente con el usuario para indicar la disponibilidad del equipo para el día y hora solicitados.

Procedimiento de autorización para el uso de confocal

En una sesión con el Técnico Responsable se comprobará el conocimiento del manejo del microscopio, la comprensión del concepto de confocalidad, de distintos parámetros de adquisición, de la capacidad de manejo de hardware, trabajo de forma individual y cuidadosa con el equipamiento.

Para solicitar información al respecto puede dirigirse a la siguiente dirección de correo electrónico: microscopia-ibis@us.es.